El papel nutracéutico del inhibidor de la a-amilasa Phaseolus vulgaris

British Journal of Nutrition (2008), 100, 1-12 doi:10.1017/S0007114508879135    The Authors 2008

Artículo de revisión

Wokadala Cuthbert Obiro, Tao Zhang y Bo Jiang*.

State Key Laboratory of Food Science and Technology, Southern Yangtze University, 1800 Lihu Avenue, Wuxi,

Jiangsu 214122, China.

(Recibido el 14 de mayo de 2007 – Revisado el 28 de septiembre de 2007 – Aceptado el 27 de octubre de 2007 – Publicado por primera vez en línea el 11 de marzo de 2008)

En el presente documento se evalúa el potencial de los bloqueadores del almidón de la isoforma 1 (a-AI1) del inhibidor de la a-amilasa Phaseolus vulgaris como un remedio ampliamente utilizado contra la obesidad y la diabetes. El consumo del inhibidor de la a-amilasa causa una actividad marginal de la a-amilasa intraluminal facilitada por la propiedades estructurales, fisicoquímicas y funcionales apropiadas. Como resultado, hay una disminución de la hiperglucemia plasmática postprandial y de niveles de insulina, aumento de la resistencia del almidón a la digestión y aumento de la actividad de las bacterias colorrectales. Sin embargo, los extractos dependen de las técnicas de procesamiento y extracción utilizadas. Los extractos son ingredientes potenciales en los alimentos para aumentar la tolerancia a los carbohidratos en los diabéticos, disminuir la ingesta de energía para reducir la obesidad y aumentar el almidón resistente. Las investigaciones han sido sobre la distribución y la biosíntesis del inhibidor de la a-amilasa, las propiedades físico-químicas pertinentes, el mecanismo molecular de bloqueo del almidón, la lucha contra la obesidad y los efectos antidiabéticos, la seguridad de los extractos y la necesidad de investigar su posible efecto anticolorrectal.

Un inhibidor de la a-amilasa: Frijoles comunes (Phaseolus vulgaris): Diabetes: Hiperglucemia: Obesidad: Toxicidad

Distribución y biosíntesis del Phaseolus vulgaris inhibidor de la a-amilasa

Los inhibidores naturales de la a-amilasa se han extraído de varias fuentes. El inhibidor de la a-amilasa Phaseolus vulgaris tiene un potencial relativamente amplio como una extensa antiobesidad y remedio antidiabético, porque las judías comunes se cultivan ampliamente en el mundo (16); la forma pura no ha sido asociada con efectos deletéreos como el asma y la dermatitis que se han asociado con algunos inhibidores de la amilasa de los cereales (17 – 19), y tiene una función unificada en relación con otros posibles inhibidores que son bifuncionales (20). Aunque los granos comunes tienen tres isoformas de a-amilasa inhibidor (isoforma 1 (a-AI1); isoforma 2 (a-AI2); a-amilasa como (a-AIL)), la isoforma a-AI1 con actividad antiamilásica en los humanos es la más ampliamente distribuida de las isoformas y se encuentra en la mayoría de las accesiones de frijoles comunes cultivados en todo el mundo (21 – 24). Esto hace que los esfuerzos de extracción en cualquier parte del mundo sean posibles, además, los frijoles comunes se adaptan a diferentes ambientes ecológicos (1). En la planta del frijol, la a-AI1 sólo se encuentra en las semillas y es concentrado en el eje (25). Está tres veces más concentrado en el eje que en el cotiledón. Aparentemente esto se debe a que hay una glicosilación más eficiente en el eje relativo al cotiledón. No hay a-AI1 en otros órganos de la planta (25). Según Moreno & Chrispeels (26), a-AI1 se acumula en las semillas y constituye alrededor del 9-11 % del total de la proteína de la semilla. Este porcentaje puede proporcionar un rendimiento sustancial del inhibidor de una cantidad dada de judías comunes, aunque el método de extracción puede limitar el rendimiento. La síntesis de a-AI1 se produce al mismo tiempo que la de la fosfolina y la fitohemaglutinina (PHA) y también se acumula en las vacuolas de almacenamiento de proteínas (25). El a-AI1 es un la típica lectina de frijol, que se sintetiza en el retículo endoplásmico rugoso, modificado en el cuerpo de Golgi a través de la extracción de un péptido de señal y la N-glicosilación, y transportado a las vacuolas de almacenamiento de proteínas donde se procesa proteolíticamente. SDS-PAGE, usado para fracciones microsómicas, muestra que entre 30000-35000 fracciones están asociadas con retículo endoplásmico, mientras que 14 y 19 kDa están asociados con el cuerpo de Golgi y las vacuolas de almacenamiento (25,27). El a-AI1 es detectable 17 días después de la polinización en los cotiledones y el eje de la semilla de la planta. Las cantidades aumentan a un máximo constante después de 28 días hasta la madurez, aunque la cantidad en una base disminuye ligeramente durante el secado (25). Por lo tanto, el inhibidor de la a-amilasa Phaseolus vulgaris se obtiene adecuadamente de los frijoles comunes. Sin embargo, es necesario investigar para índices de madurez de acceso para los niveles óptimos de inhibidores en frijoles que se utilizarán para la extracción del inhibidor para la máxima economía. La distribución y la biosíntesis muestran que el inhibidor de la a-amilasa del frijol común es un candidato adecuado como un remedio ampliamente utilizado contra la diabetes, la obesidad y para otros efectos beneficiosos relacionados.

Propiedades físico-químicas favorables del Phaseolus inhibidor de la a-amilasa vulgaris

Propiedades estructurales de la a-amilasa del Phaseolus vulgaris inhibidor

Factores que afectan la actividad del inhibidor de la a-amilasa Phaseolus vulgaris

Varios investigadores han demostrado la dependencia de la actividad del inhibidor de la amilasa en el pH, la temperatura, el tiempo de incubación y la presencia de iones particulares. Se ha informado que el pH óptimo para la acción inhibidora como 4-5(48,49), 5-5 (32, 49,50) y 5-0(51), en lugar de 6-9 – el óptimo para la amilasa de mamíferos (PPA). Los diferentes óptimos de pH que se informó se debieron probablemente a las diferentes temperaturas de incubación utilizadas en los estudios. Lajolo & Finardi Filho (49) notó diferentes óptimos de pH para la a-amilasa salival y pancreática de 4-5 y 5-5 respectivamente. Le Berre-Anton y otros (48) demostraron que hay un estrecho rango alrededor del óptimo en el que se observa una alta actividad más allá de la cual la actividad disminuye drásticamente. Kluh y otros (43) ilustraron que para el máximo el inhibidor requiere preincubación a un pH bajo (pH 4) en relación con el óptimo. Se ha demostrado que la temperatura tiene un efecto en la actividad del inhibidor. El efecto de la temperatura, sin embargo, se siente menos a un pH 4-5 que es el óptimo para el inhibidor que a un pH de 6-9, el óptimo para el PPA (43,50). Según Le Berre-Anton y otros (48), el inhibidor de la a-amilasa no muestra actividad a 08C, entonces la actividad aumenta hasta un máximo entre 22 y 378C con poco cambio dentro de este rango (51). Aunque Marshall y Lauda (32) también informaron que la no actividad a las 08C, mostró un aumento de 10 veces en la actividad dentro de este rango (22 y 378C°). Le Berre-Anton y otros (48) atribuyeron esta discrepancia a los diferentes pH de incubación utilizados, con el aumento que se produce al incubar a un pH de 6-9, el pH óptimo de la enzima. El inhibidor se inactiva completamente a 1008 C° al hervirlo durante 10 min (32,52). Collins y otros (53) mostraron que el inhibidor expresado transgénicamente en los guisantes sólo se inactivó después de calentarse a más de 908 C° durante 5 min. Es necesario caracterizar más el perfil de temperatura de desactivación del inhibidor, ya que muchos productos potenciales en que puede incorporarse requerirían un tratamiento térmico durante el procesamiento. El tiempo de incubación necesario para una actividad óptima ha sido reportado como 10 min por Le Berre-Anton y otros (48), 40 min por Marshall & Lauda (32) y 120 min por Powers & Whitaker (51). Estas diferencias se sugirieron como resultado de las diferentes condiciones de pH utilizadas en los experimentos, con los dos últimos que se obtienen cuando el óptimo para la actividad de la a-amilasa (6-9) y el primero cuando el óptimo para el inhibidor (4-5) fue utilizado (48). El mayor tiempo de incubación a un pH de 6-9 implica que requeriría que el inhibidor se tomara antes de las comidas o por lo menos con ellas para lograr una sustancial actividad inhibidora. También se ha demostrado que varios iones afectan a la actividad del inhibidor. Lajolo y otros (49) informaron de aumentos en la actividad del inhibidor contra la amilasa salival mediada por iones en el orden Nitrato, Cloruro, Bromuro, Yoduro y Tiocianato. Gibbs Inhibidor de la a-amilasa del Phaseolus vulgaris 3British Journal of Nutrition & Alli (41) informó que los iones de cloruro son importantes para el máximo mientras que los iones de Ca aumentan la tasa de unión inicial del inhibidor de la amilasa. También informaron que el K, Mg, sulfato y los iones Na no tuvieron ningún efecto sobre el inhibidor de la amilasa y así aumentó la fuerza iónica (41). En general, es necesario caracterizar más el efecto de diversos factores funcionales y bioquímicos sobre la actividad del inhibidor a fin de permitir mejoras en el uso y aplicación del inhibidor.

El mecanismo de bloqueo del almidón del Phaseolus vulgaris inhibidor de la a-amilasa

La eficacia de los extractos de la isoforma 1 del inhibidor de la a-amilasa en reducir la actividad de las amilasas en el hombre

Tabla 1. Estudios en seres humanos sobre la eficacia de los extractos de la isoforma 1 del inhibidor de la a- amilasa Phaseolus vulgaris en la digestión del almidón y los efectos resultantes.

Los efectos beneficiosos del inhibidor de la a-amilasa Phaseolus vulgaris

Disminución de la obesidad debido a extractos de la a-amilasa del Phaseolus vulgaris.

Actualmente se está pasando de la antiobesidad sintética prescrita de medicamentos, a los naturales, debido al lado indeseable a largo plazo de los efectos de  medicamentos sintéticos prescritos (76,77). Aunque la acarbosa y la voglibosa, que están aprobadas por el Food and Drug Administración, reducen los niveles de glucosa en la sangre, también inducen anormalidades en los niveles de enzimas hepáticas, pero los extractos naturales de antiglucosidasa no muestran tales efectos (78). Los extractos inhibidores de la a-amilasa tienen un efecto antiobesidad como se ha demostrado por las diversas investigaciones, aunque hay algunas incertidumbres al respecto (Cuadro 1). El efecto se deriva de la movilización de las reservas de grasa corporal debido a la restricción de energía como resultado de la acción inhibidora de la a-amilasa. En los estudios de Pusztai y otros (79), hubo una reducción de grasa corporal en ratas debido al consumo de frijoles crudos. Sin embargo, atribuyeron el efecto a la presencia de PHA a través de algún mecanismo desconocido. El efecto podría también haber surgido debido a la presencia de inhibidores de la amilasa en los frijoles comunes, ya que el contenido del cuerpo magro de las ratas obesas no se vio afectado. Hangen & Bennink (80) mostraron que las ratas alimentadas con dietas que contenían frijoles negros y marinos fueron capaces de lograr una reducción del peso corporal y del porcentaje de grasa directamente asociado con la anorexia y el escape de almidón de la digestión en el íleon. En sus estudios, la cantidad de almidón que la digestión escapó fue mayor que la cantidad de resistencia al almidón originalmente en la dieta. La incorporación del inhibidor en las dietas lleva a una reducción integrada de la zona de glucosa del plasma postprandial en un 85 % y un nivel de glucosa en plasma postprandial tardío más bajo que el del ayuno. Según Layer y otros (7). La energía total en forma de glucosa obtenida de la dieta se reduce, por lo tanto, lo que lleva a la movilización de la grasa en el cuerpo. Varios informes han mostrado aumentos en el hidrógeno de la respiración en la ingestión de alimentos con un inhibidor activo de la amilasa. Esto es como un resultado de la acción de los enterocitos del íleon distal sobre los no digeridos almidón que pasa por los sitios de digestión (63 – 65, 81,82). Aunque la acción de los enterocitos libera energía al cuerpo, el 50 al 20 % de la energía total en el almidón desviado no se libera (4). Por lo tanto, la energía total todavía está destinada a reducirse, lo que resulta en la movilización de las reservas de grasa. Se encontró que el inhibidor de la amilasa induce una reducción del crecimiento en ratas macho jóvenes destetadas por Maranesi y otros (83), que atribuyeron a la reducción de la ingesta de energía debido al inhibidor. La reducción de la ingesta de energía se acompañó de un aumento de los niveles de plasma NEFA. Ha habido varios positivos resultados que indican una reducción de la obesidad por parte de los investigadores que utilizan extracto comercial de a-AI1 llamado Fase 2w (Pharmachem Laboratories, Inc., Kearny, NJ, USA). De acuerdo con Chokshi (84), la fase 2w se prepara utilizando el termoprocesamiento condiciones para inactivar sustancialmente la hemaglutinación y la actividad inhibidora de la tripsina, preservando al mismo tiempo una importante actividad de inhibición de la a-amilasa. El producto también se ha comprobado la presencia de otros factores antinutricionales o sustancias potencialmente tóxicas con niveles estándar de 3400 unidades hemoaglutinantes/g y 40 inhibidores de tripsina unidades/g (84). Celleno y otros (4) informaron de una diferencia (P, 0-001) en la combinación de la obesidad antropométrica medidas entre sujetos que toman un suplemento dietético que contiene 445 mg Fase 2w en un estudio de 30 días con controles sobre celulosa microcristalina -maltodextrina. En su estudio, se observaron cambios en el peso corporal en relación con los controles, el grosor del tejido adiposo, la circunferencia de la cintura, la circunferencia de la cadera, la circunferencia del muslo derecho y la masa grasa. Aunque estos se acompañaron de una pérdida de masa magra significativa, la pérdida total de peso se debió más a la pérdida de masa grasa que a la de masa magra pérdida de masa (4). Se demostró en un ensayo clínico doble ciego controlado por placebo de Meiss & Ballerini (85) que la alimentación la fase 2w para 30 días resultó en una disminución del 4 % del cuerpo peso, acompañado de una reducción del 10-45 % de la grasa corporal, y una ecografía de la piel reveló una reducción del 11-63 % de la membrana adiposa. Este estudio también mostró que la fase 2 causó un cambio en las circunferencias de la cadera, muslo y cintura. En un estudio similar, Udani y otros (86) también informaron de un promedio pérdida de peso de 95 g (0-21 lb)/semana y un promedio de 263 mg/l reducción del TGI para los individuos que toman la fase 2w. Sin embargo, los resultados no fueron estadísticamente significativos debido al bajo tamaño de la muestra utilizada. Por otro lado, Bo-Linn y otros (69), en un estudio de los bloqueadores comerciales de almidón, no encontraron cambios en la producción de energía fecal cuando se tomó el inhibidor en comparación con el que no tiene controles. En un estudio doble ciego controlado con placebo, se encontró que un bloqueador de almidón comercial era ineficaz en relación a los controles en la reducción del peso de las mujeres obesas en una dieta equivalente al BMR (87). Más recientemente, en estudios de toxicidad de inhibidor de la amilasa en ratas, sin efectos de las lipoproteínas plasmáticas (77) y se ha observado un aumento de peso (5). Dada la capacidad exhibida de bloqueo del almidón de la amilasa inhibidor de la fase 2w en relación con formas anteriores de extractos (4, 85,86), el inhibidor de amilasa tiene efectos antiobesidad, aunque el efecto de los extractos que resultan de la reducción de la ingesta de energía depende de los métodos de un determinado fabricante de fabricación y extracción en lo que respecta al mantenimiento de alta actividad anti-amilasa y pureza.

El efecto anorexigénico de la a-amilasa del Phaseolus vulgaris extractos de la isoforma inhibidora 1

Algunas obras han sugerido un efecto anorexígeno como una causa subyacente de la reducción de la obesidad. Sin embargo, el efecto anorexigénico del inhibidor de la amilasa es un mecanismo que no se entiende claramente (88). Se ha informado que el inhibidor de la amilasa que se administra crónicamente a las ratas reduce la ingesta de alimentos (82). En estudios posteriores, el inhibidor también redujo la ingesta de agua en ratas diabéticas además de la reducción de la ingesta de alimentos (81). Sin embargo, el inhibidor de la a-amilasa en un estudio sobre la toxicidad de un bloqueador de almidón comercial se encontró que no tiene anorexígeno efecto después de 28 días (5). Un estudio similar mostró que el efecto anorexigénico en las ratas Sprague-Dawley se sintió sólo después de 77 días de alimentación (77). Por consiguiente, el efecto anorexígeno puede ser sólo logrado con una exposición prolongada al inhibidor. Sin embargo, se necesita una investigación en sujetos humanos para evaluar el efecto anorexígeno del inhibidor más.

La reducción de la hiperglucemia plasmática postprandial y la insulina debida a los extractos de la isoforma 1 del inhibidor de la a-amilasa 

Los cambios en los niveles de glucosa en plasma postprandial se informa han sido cuando el inhibidor de la amilasa se toma con una comida que contenga almidón o antes de la comida (Fig. 1). Informes anteriores, usando bloqueadores de almidón comerciales de baja actividad, podrían no mostrar cambios en la glucosa plasmática postprandial (67,68). Kotaru y otros (73) y Menezes y Lajolo(72) mostraron que se suavizaron y la hiperglucemia retardada en ratas alimentadas con raciones que contienen la inhibidor de la a-amilasa purificada. Una reducción del 85 % en el área integrada de glucosa en plasma postprandial acompañada de una menor que la glucosa en plasma post-prandial en ayunas se mostraron sobre el consumo agudo con las comidas del inhibidor en los humanos sujetos (7). Boivin y otros (64) también informaron de la disminución de la integración y el pico más bajo de glucosa postprandial en plasma en humanos de aplicación aguda. Según Tormo y otros (82), una reducción de la hiperglucemia debido al inhibidor en las ratas comienzan 50 minutos después del consumo de un producto que contiene almidón comida. El consumo crónico de la amilasa en las comidas de las ratas condujo a una reducción de la glicemia media durante el período de aplicación. Hubo una variación de la importancia de la media reducida hiperglucemia de un día para otro, que va desde P,0-01 a P,0·05(81,82).

La ingestión del inhibidor de amilasa con las comidas también se ha demostrado que altera los niveles de insulina en plasma postprandial. Boivin y otros (64) informaron que en los seres humanos se había producido una disminución de las zonas integradas de las hormonas relacionadas con la secreción de insulina en el plasma de péptido inhibidor gástrico y péptido C sobre los valores de referencia cuando el inhibidor era parte de una comida compuesta. Una abolición de la insulina plasmática postprandial, el péptido C y el péptido inhibidor gástrico en seres humanos también fueron documentados por Layer y otros (7) (ver Fig. 2). En la disminución de la insulina plasmática se demostró que los niveles se producían 30- 40 min después del consumo de una ración compuesta que contiene un grano de arándano purificado (P. vulgaris L.) inhibidor de amilasa en ratas. En otro estudio en ratas Menezes & Lajolo (72) mostraron una disminución de la insulina sérica en ratas diabéticas y normales alimentadas con comidas que contienen el inhibidor de amilasa. Informes anteriores sobre pruebas con bloqueadores de almidón comerciales que se encontró que carecían de actividad inhibidora de la amilasa in vivo encontró el inhibidor ineficaz para reducir la insulina en plasma (67,68). También se descubrió que los niveles de insulina en plasma en las ratas no se ven afectados por la administración crónica y aguda de ha-AI1 (82).

Los niveles fueron más bajos que en el ayuno pero no es estadísticamente significativo. A pesar de estos hallazgos, la reducción de la insulina en plasma y los niveles hormonales relacionados pueden aumentar la tolerancia a los carbohidratos de los diabéticos. Esto ha demostrado que se produce en el consumo del inhibidor de la a-amilasa. Por lo tanto, es necesario realizar más investigaciones para confirmar el efecto del inhibidor en los niveles de insulina postprandial en el hombre y su incorporación en los alimentos que contienen almidón. Se ha conocido de algunos estudios sobre la aplicación del inhibidor de la a-amilasa en los productos alimenticios. Udani(89,90) informó la incorporación con éxito del inhibidor de la amilasa en la forma de un polvo de extracto de judías blancas fraccionado de marca propia (FWBEw) (3000 unidades de inhibidores de la a-amilasa/mg) en seis productos de panadería comercial a niveles considerados suficientes para actividad inhibidora (750 mg/servicio) sin un significativo cambio en la aceptabilidad de los productos. Los principales factores que influyeron en la incorporación fueron, el orden de los ingredientes, incorporación y los requisitos de tiempo y temperatura para desarrollo de la masa y la cocción. La combinación de estos factores a través de ensayos e interacciones se obtuvo que no afectaron la aceptación por parte de los consumidores de productos con las cantidades requeridas de extractos por porción. Estos resultados, sin embargo, no informaron el efecto de la incorporación en el índice glucémico de los productos. En un estudio similar (J Udani, resultados inéditos), usando un diseño de etiqueta abierta de seis brazos cruzados con trece sujetos aleatorios, el índice glucémico del pan blanco se informó que se había reducido significativamente (P¼0-0228) por la adición de 3000 mg de polvo de StarchLitew, un extracto comercial de judías a-amilasas. Hay una necesidad de más investigación en la aplicación del inhibidor de amilasa en estos y otros para permitir una amplia aplicación.

Seguridad y toxicidad de extractos de inhibidores de la a-amilasa del Phaseolus vulgaris 

Efectos tóxicos asociados a las judías comunes

El envenenamiento por hemaglutinina debido al consumo de crudo se ha documentado que los frijoles comunes de animales y humanos en varios informes (91 – 98). En el hombre, el consumo agudo en todos los casos documentados condujo a síntomas severos que requirieron hospitalización (97,98). Además, las píldoras adelgazantes consistentes en extractos de las judías comunes fueron descubiertas por Kilpatrick et al. (71) que causan un sarpullido después de la ingestión. El sarpullido estaba relacionado con la actividad hemaglutinante de las píldoras a niveles de hasta 150 mg de proteína y de eritrocitos humanos aglutinados A, B u O;l La actividad específica de la lectina fue de 2000 unidades de lectina/mg de proteína(71). La actividad hemaglutinante de las judías comunes varía entre adhesiones en cuanto a la cantidad y especificidad de actividad (99 – 102). Las variedades bajas en PHA como los frijoles pintos(99) son, por lo tanto, candidatos más adecuados como materia prima para extractos de a-AI1. Algunos estudios agudos y subcrónicos han sido realizados sobre la toxicidad de los extractos de AI1 en el hombre y las ratas.

Estudios de toxicidad aguda

La toxicidad aguda es una respuesta de toxicidad que suele producirse inmediatamente después de la ingestión y se induce por una sola exposición. Se trata de medir por el valor de la dosis letal 50 (LD50), que es la cantidad de una determinada sustancia sometida a prueba que causa la muerte de El 50% de los animales de prueba después de consumir la sustancia solamente una vez (14). No había signos significativos de toxicidad aguda o Fig. 2. en el efecto de la inhibición de la a-amilasa por la isoforma 1 del inhibidor de la a-amilasa de Phaseolus vulgaris en la concentración plasmática postprandial del péptido C en respuesta a una comida de almidón. (W), Placebo (n 4); (X), 5 o 10 g de inhibidor (n 4). Los valores son con desviaciones estándar representadas por barras verticales. (Adaptado de Layer y otros (7).) Fig. 1. Efecto de la inhibición de la a-amilasa por la isoforma 1 del inhibidor de la a-amilasa de Phaseolus vulgaris en la concentración plasmática postprandial de glucosa en respuesta a una comida de almidón. (W), Placebo (n 4); (X), 5 o 10 g de inhibidor (n 4). Los valores son con desviaciones estándar representadas por barras verticales. (Adaptado de Layer y otros (7).) Inhibidor de la a-amilasa del Phaseolus vulgaris 7 British Journal of Nutrition mortalidad cuando se administraron 3 g/kg de Blockalw (un suplemento dietético que contiene la fase 2w a una tasa de 1668 mg/kg de peso corporal) a las ratas (5). Los síntomas observados en el experimento agudo niveles de alimentación (1668 mg/kg de peso corporal de la fase 2w) no eran similares a las causadas por la PHA, lo que indica que la El componente de la fase 2w utilizado no contenía la PHA adecuada para causan efectos deletéreos (5). Las variaciones con respecto a lo normal no se observan en los marcadores de la función hepática, los marcadores de la función renal, los niveles plasmáticos de electrolitos, colesterol y TAG.l El nivel de toxicidad aguda se estableció en 0,5 g en la fase 2w/kg peso corporal en otro estudio de administración oral aguda en ratas Wistar macho y hembras adultas (77) y no había toxicidad observada basada en la evaluación clínica, bioquímica y análisis histopatológicos a este nivel de dosis única alimentando (77).

Estudios de toxicidad crónica

La medición crónica requiere un tiempo de estudio más largo, por lo general alrededor de 20- 24 meses de alimentación continua para los roedores. La dosis máxima de tolerancia es el nivel en el que una sustancia con la que puede ser alimentado un animal sin inducir ninguna señal obvia de toxicidad (14). En los estudios crónicos, la tolerancia máxima a la dosis se utiliza típicamente con dos o más niveles inferiores por debajo de (14). Se han realizado estudios sobre el efecto de la alimentación del inhibidor de amilasa. En un estudio subcrónico sobre la toxicidad oral de un extracto de judía blanca estandarizado en la fase 2w en las ratas, se encontró que no hubo mortalidades y los signos clínicos considerados de importancia toxicológica en ratas alimentadas con dosis de hasta 2500 mg/kg (7 d/semana) durante un período de 31 días (hombres) o 32 días (mujeres) (84). No hay anomalías graves observadas aparte de algunos casos aislados, que fueron considerados no relacionados con los tratamientos. Los hallazgos microscópicos en los órganos del cuerpo observados que aparentemente se desviaron de normales eran similares a las que se observan comúnmente en el estudio de la cepa de la rata (84). Además, sobre la base de la falta de correlación de estos hallazgos con los datos patológicos microscópicos y clínicos, se consideró que no tenían ninguna relevancia (84). El nivel de efectos adversos no observados se encontró que era de al menos 2500 mg/kg por d para las ratas, lo que corresponde a 175 g de la fase 2w/d en una persona de 70 kg. Se propuso que el nivel límite superior de la ingesta agregada de la fase 2w/d de los suplementos dietéticos y el uso de alimentos calificados sea de 6 g/kg por día para una persona de 70 kg, basándose en el hecho de que en el experimento se utilizó un factor de seguridad (84). En otro estudio se utilizó un nivel inferior de efectos adversos no observados donde se observaron al menos 1112 mg de peso corporal de fase 2w/kg en un Estudio de toxicidad de 4 semanas con alimentación Blockalw a 2 g/kg peso corporal a las ratas (5). Se observaron variaciones en diferentes parámetros durante el estudio, pero también se consideraron irrelevantes porque no estaban asociados con ningún cambio histopatológico, no variaban con el sexo y estaban dentro del rango de los resultados históricos obtenidos en el laboratorio. Estas variaciones se produjeron en el peso, el aspecto micro y macro de los órganos, y algunos análisis hematológicos, clínicos y de orina (5). También se han realizado pruebas de alimentación subcrónica en adultos sujetos humanos. En un estudio aleatorio doble ciego controlado por placebo, se dieron pastillas de un bloqueador comercial a individuos antes de las comidas ricas en carbohidratos. Una tableta de 800 mg que contenía 445 mg. La fase 2w se administró una vez por día en una dieta 8370-9200 kJ (2000-2200 Kcal) con un microcristalino celulosa y maltodextrina placebo como el control para 30 días. No se comunicaron efectos perjudiciales significativos (4).El peso medio de los individuos del estudio fue 74-1 (SD 2-1) kg, por lo que el nivel correspondía a una tasa de 6 mg Fase 2w/kg de peso corporal por día. Udani (86), en un estudio subcrónico aleatorio doble ciego controlado por placebo sobre sujetos humanos, mostraron que no se observaron efectos nocivos en los marcadores de seguridad del riñón y el hígado función. El nivel de la fase 2w utilizada en esta prueba fue de 1500 mg/ d con el peso promedio de los individuos siendo 87-6 (SD 12-22) kg (86). Cuando se aplica subcrónicamente a las ratas a dos a veinte veces los niveles subcrónicos humanos recomendados por Udani (86) el extracto comercial de la fase 2w no produjo signos de toxicidad (77). Se concluyó que la alimentación de la fase 2w a ratas a razón de más de 350 g/kg para un individuo de 70 kg no produce algún efecto adverso (77). Sin embargo, se señaló en un estudio sobre la eficacia del inhibidor de amilasa de Tormo y otros (82) y Pusztai y otros (88) que la administración crónica del inhibidor de la a-amilasa en las ratas conduce a cambios en los órganos pesos. Por lo tanto, se necesita más investigación para completar garantizar la seguridad de los extractos de inhibidores de amilasa. Sin embargo, el uso de un bloqueador de almidón con al menos 3000 unidades de inhibidores de la a-amilasa/ g, 3400 unidades hemaglutinantes/g y 40 inhibidores de tripsina unidades/g a un nivel subcrónico de 6-0 g/kg de peso corporal por día para 70 kg individuales ha demostrado hasta ahora ser seguro por los estudios usando la fase 2w.

Futuras investigaciones sobre los efectos beneficiosos: el potencial de extractos de la a-amilasa de la isoforma inhibidora 1 contra el cáncer colorrectal

Varios estudios han señalado el aumento de la actividad microbiana en el intestino posterior en el consumo de extractos de IA, aunque no hay informes sobre su efecto en la producción de butirato, que es necesario para la funcionalidad anticolonial del cáncer. Basado en la definición de almidón resistente como la suma del almidón y los productos de la degradación del almidón no absorbidos en el intestino delgado de individuos sanos (103,104), la presencia de la amilasa inhibidor en el intestino causa una acción similar a la de los resistentes almidón o más bien aumenta la cantidad de almidón resistente. El almidón resistente ha demostrado que muchos trabajadores tienen un efecto prebiótico y se han escrito varias revisiones que documentan el efecto (103 – 107). Los estudios en humanos y animales han demostrado que el butirato conduce a una reducción de la incidencia del cáncer de colon. Le Leu y otros (108.109) encontraron que el butirato tenía una respuesta apoptótica al daño del ADN por carcinógenos genotóxicos en el colon distal de las ratas, lo que lleva a la eliminación de las mutaciones clones que progresaron a la malignidad. Patrones distintivos de la producción de AGCS están asociados con polisacáridos particulares y se encontró una formación sustancial de butirato asociado principalmente con el almidón (110). Se ha demostrado que el inhibidor de la amilasa aumenta la cantidad de hidrógeno en el aliento después del consumo de comidas que contienen almidón como resultado del paso del almidón a las partes proximales del colon que se acompaña de actividad (7, 63, 64, 67, 68,87). Esto fue reportado en estudios con in vivo de los extractos de inhibidores activos, mientras que los estudios con extractos que no mostraron actividad no mostraron aumentos en la respiración de hidrógeno. Collins y otros (53), en un estudio sobre el guisante transgénico aAI1 en cerdos, mostraron una diferencia significativa en el contenido de energía entre el íleon terminal y la materia fecal que atribuido a la recuperación de energía por los microorganismos del intestino posterior de almidón de ileum by-passed. No se dieron informes sobre la producción de butirato de estos estudios. Por otra parte, varios informes han demostrado que la acarbosa, una sustancia sintética bloqueadora de almidón farmacéutico que funciona en el inhibidor de la a-amilasa del frijol común (ha-AI1), conduce a la alteración de las vías de los microbios del colon. Las alteraciones conducirán a un aumento de la producción global de SCFA con un aumento de la relación butirato: total SCFA (111 – 114). El total SCFA fecal y producción de butirato en el uso prolongado de acarbosa se correlaciona inversamente con la proliferación en la parte superior del recto cripta  (un biomarcador de riesgo para la neoplasia colónica) (114). La futura investigación sobre los efectos beneficiosos del inhibidor de la a-amilasa por lo tanto, también debería centrarse en comprobar su potencial en prevención del cáncer colorrectal como resultado del aumento del butirato producido debido al almidón en el colon después del consumo de cantidades razonables del inhibidor.

Conclusión

Aunque la obesidad y la diabetes están aumentando en todo el mundo, basado en los desarrollos de investigación discutidos, el común inhibidor de la a-amilasa del frijol (P. vulgaris) (a-AI1) tiene potencial para servir como un remedio ampliamente utilizado contra estas condiciones, mientras que es necesario investigar su probable efecto en el cáncer colorrectal. El potencial reside en el hecho de que la amilasa está presente en la mayoría de las accesiones de P. vulgaris que son ampliamente cultivadas en el mundo, tiene una importante capacidad inhibitoria in vivo basada en propiedades estructurales, fisicoquímicas y funcionales apropiadas, y tiene efectos mediadores en estas condiciones, aunque existen algunas incertidumbres. En estudios realizados más recientemente el inhibidor de la a-amilasa se ha encontrado que es seguro. Hay varios aspectos del inhibidor que requieren más investigación. Estos incluyen la clínica más amplia, ensayos durante más tiempo para confirmar la eficacia y la seguridad del inhibidor, la funcionalidad de los ingredientes del inhibidor en varios sistemas de alimentos y una mayor elucidación del nivel molecular, además interacciones vinculantes para permitir los bloqueadores sintéticos basados en el inhibidor que se diseñará.

Agradecimientos

Esta revisión fue patrocinada por la National Natural Science, Fundación de China (Nº 20436020). Todos los autores contribuyentes participaron activamente en la redacción y preparación del manuscrito quienes agradecen al Dr. Wanmeng Mu por su apoyo moral. No hay conflictos de intereses que informar.

Referencias

1. Broughton WJ, Hernandez G, Blair M, Beebe S, Gepts P & Vanderleyden J (2003) Beans (Phaseolus spp.) – model food legumes. Plant Soil 252, 55– 128.
2. Champ MM (2002) Non-nutrient bioactive substances of pulses. Br J Nutr 88, 307 – 319.
3. Bowman DE (1945) Amylase inhibitor of navy bean. Science 102, 358 – 359.
4. Celleno L, Tolaini MV, D’Amore A, Perricone NV & Preuss HG (2007) A dietary supplement containing standardized Phaseolus vulgaris extract influences body composition of overweight men and women. Int J Med Sci 4, 45–52.
5. Chokshi D (2006) Toxicity studies of blockal, a dietary supplement containing Phase 2 starch neutralizer (Phase 2), a standardized extract of the common white kidney bean (Phaseolus vulgaris). Int J Toxicol 25, 361 –371.
6. Layer P, Carlson GL & DiMagno EP (1985) Partially purified white bean amylase inhibitor reduces starch digestion in vitro and inactivates intraduodenal amylase in humans. Gastroenterology 88, 1895 – 1902.
7. Layer P, Zinsmeister AR & DiMagno EP (1986) Effects of decreasing intraluminal amylase activity on starch digestion and postprandial gastrointestinal function in humans. Gastroenterology 91, 41 –48.
8. Skop M & Chokshi D (2006) Purified amylase inhibitor and novel process for obtaining the same. http://www.freepatentsonline.com/20060147565.html (accessed 10 April 2007).
9. Goldstein DJ (1992) Beneficial health effects of modest weight loss. Int J Obes Relat Metab Disord 16, 397 – 415.
10. Popkin BM & Doak CM (1998) The obesity epidemic is a worldwide phenomenon. Nutr Rev 56, 106 –114.
11. Seidell JC (2000) Obesity, insulin resistance and diabetes: a worldwide epidemic. Br J Nutr 83, Suppl. 1, S5–S8.
12. James PT, Leach R, Kalamara E & Shayeghi M (2001) The worldwide obesity epidemic. Obes Res 9, 2288– 2338.
13. Mokdad AH, Ford ES, Bowman BA, Dietz WH, Vinicor F, Bales VS & Marks JS (2003) Prevalence of obesity, diabetes, and obesity-related health risk factors, 2001. JAMA 289, 76 –79.
14. Pariza M (1996) Toxic substances. In Food Chemistry, 3rd ed., pp. 825 – 840 [OR Fenema, editor]. New York: Marcel Dekker.
15. Pittler MH & Ernst E (2004) Dietary supplements for bodyweight reduction: a systematic review. Am J Clin Nutr 79, 529 – 536.
16. Food and Agricultural Organization (2005) FAOSTAT database http://faostat.fao.org/site/567/DesktopDefault.aspx?PageID ¼ 567 (accessed April 2007).
17. Kusaba-Nakayama M, Ki M, Iwamoto M, Shibata R, Sato M & Imaizumi K (2000) CM3, one of the wheat a-amylase inhibitor subunits, and binding of IgE in sera from Japanese with atopic dermatitis related to wheat. Food Chem Toxicol 38, 179 – 185.
18. Sanchez-Monge R, Garcia-Casado G, Lopez-Otin C, Armentia A & Salcedo G (1997) Wheat flour peroxidase is a prominent allergen associated with baker’s asthma. Clin Exp Allergy 27, 1130 – 1137.
19. Garcia-Casado G, Armentia A, Sanchez-Monge R, Malpica JM & Salcedo G (1996) Rye flour allergens associated with baker’s asthma. Correlation between in vivo and in vitro activities and comparison with their wheat and barley homologues. Clin Exp Allergy 26, 428 – 435.
20. Franco OL, Rigden DJ, Melo FR & Grossi-de-Sa MF (2002) Plant a-amylase inhibitors and their interaction with insect a-amylases; structure, function and potential for crop protection. FEBS J 269, 397 – 412.
21. Iguti AM & Lajolo FM (1991) Occurrence and purification of a-amylase isoinhibitors in bean (Phaseolus vulgaris L.) varieties. J Agric Food Chem 39, 2131 –2136.
22. Ishimoto M, Suzuki K, Iwanaga M, Kikuchi F & Kitamura K (1995) Variation of seed a-amylase inhibitors in the common bean. Theor Appl Genet 90, 425 –429.
23. Ishimoto M & Kitamura K (1991) Effect of absence of seed a-amylase inhibitor on the growth inhibitory activity to azuki bean weevil (Callosobruchus chinensis) in common bean (Phaseolus vulgaris L.). Jpn J Breed 41, 231 –240.
24. Suzuki K, Ishimoto M, Kikuchi F & Kitamura K (1993) Growth inhibitory effect of an a-amylase inhibitor from the wild common bean resistant to the Mexican bean weevil (Zabrotes subfasciatus). Jpn J Breed 43, 257 –265. Phaseolus vulgaris a-amylase inhibitor 9 British Journal of Nutrition
25. Moreno J, Altabella T & Chrispeels MJ (1990) Characterization of a-amylase inhibitor, a lectin-like protein in the seeds of Phaseolus vulgaris L. Plant Physiol 92, 703 –709.
26. Moreno J & Chrispeels MJ (1989) A lectin gene encodes the a-amylase inhibitor of the common bean. Proc Natl Acad Sci U S A 86, 7885 –7889.
27. Pueyo JJ, Hunt DC & Chrispeels MJ (1993) Activation of bean (Phaseolus vulgaris) a-amylase inhibitor requires proteolytic processing of the proprotein. Plant Physiol 101, 1341 – 1348.
28. Young NM & Oomen RP (1992) Analysis of sequence variation among legume lectins. A ring of hypervariable residues forms the perimeter of the carbohydrate-binding site. J Mol Biol 228, 924 – 934.
29. Lee SC, Gepts PL & Whitaker JR (2002) Protein structures of common bean (Phaseolus vulgaris) a-amylase inhibitors. J Agric Food Chem 50, 6618 –6627.
30. Finardi-Filho F, Mirkov TE & Chrispeels MJ (1996) A putative precursor protein in the evolution of the bean a-amylase inhibitor. Phytochemistry 43, 57– 62.
31. Islam FMA, Basford KE, Redden RJ, Gonzalez AV, Kroonenberg PM & Beebe S (2002) Genetic variability in cultivated common bean beyond the two major gene pools. Genet Resour Crop Evol 49, 271 –283.
32. Marshall JJ & Lauda CM (1975) Purification and properties of phaseolamin, an inhibitor of a-amylase, from the kidney bean, Phaseolus vulgaris. J Biol Chem 250, 8030– 8037.
33. Sparvoli F, Lanave C, Santucci A, Bollini R & Lioi L (2001) Lectin and lectin-related proteins in lima bean (Phaseolus lunatus L.) seeds: biochemical and evolutionary studies. Plant Mol Biol 45, 587 – 597.
34. Ishimoto M, Yamada T & Kaga A (1999) Insecticidal activity of an a-amylase inhibitor-like protein resembling a putative precursor of a-amylase inhibitor in the common bean, Phaseolus vulgaris L. Biochim Biophys Acta 1432, 104 –112.
35. Le Berre-Anton V, Nahoum V, Payan F & Rouge P (2000) Molecular basis for the specific binding of different a-amylase inhibitors from Phaseolus vulgaris seeds to the active site of a-amylase. Plant Physiol Biochem 38, 657 –665.
36. Santino A, Daminati MG, Vitale A & Bollini R (1992) The a-amylase inhibitor of bean seed: two step proteolytic maturation in the protein storage vacuoles of the developing cotyledon. Physiol Plant 85, 425 – 432.
37. Young NM, Thibault P, Watson DC & Chrispeels MJ (1999) Post-translational processing of two a-amylase inhibitors and an arcelin from the common bean, Phaseolus vulgaris. FEBS Lett 446, 203 –206.
38. Santimone M, Koukiekolo R, Moreau Y, Le Berre V, Rouge P, Marchis-Mouren G & Desseaux V (2004) Porcine pancreatic a-amylase inhibition by the kidney bean (Phaseolus vulgaris) inhibitor (a-AI1) and structural changes in the a-amylase inhibitor complex. Biochim Biophys Acta 1696, 181 – 190.
39. Higaki H & Yamaguchi H (1994) Reconstitution of Phaseolus vulgaris a-amylase inhibitor from isolated subunits. Biosci Biotechnol Biochem 58, 5– 8.
40. Sawada S, Takeda Y & Tashiro M (2002) Primary structures of a- and b-subunits of a-amylase inhibitors from seeds of three cultivars of Phaseolus beans. J Protein Chem 21, 9– 17.
41. Gibbs BF & Alli I (1998) Characterization of a purified a-amylase inhibitor from white kidney beans (Phaseolus vulgaris). Food Res Int 31, 217 – 225.
42. Bompard-Gilles C, Rousseau P, Rouge P & Payan F (1996) Substrate mimicry in the active center of a mammalian a-amylase: structural analysis of an enzyme-inhibitor complex. Structure 4, 1441 –1452.
43. Kluh I, Horn M, Hyblova J, Hubert J, Doleckova-Maresova L, Voburka Z, Kudlikova I, Kocourek F & Mares M (2005) Inhibitory specificity and insecticidal selectivity of a-amylase inhibitor from Phaseolus vulgaris. Phytochemistry 66, 31– 39.
44. Kasahara K, Hayashi K, Arakawa T, Philo JS, Wen J, Hara S & Yamaguchi H (1996) Complete sequence, subunit structure and complexes with pancreatic a-amylase of an a-amylase inhibitor from Phaseolus vulgaris white kidney beans. J Biochem 120, 177 –183.
45. Koukiekolo R, Desseaux V, Moreau Y, Marchis-Mouren G & Santimone M (2001) Mechanism of porcine pancreatic a-amylase inhibition of amylose and maltopentaose hydrolysis by a-, b-and g-cyclodextrins. Eur J Biochem 268, 841 –848.
46. Koukiekolo R, Le Berre-Anton V, Desseaux V, Moreau Y, Rouge P, Marchis-Mouren G & Santimone M (1999) Mechanism of porcine pancreatic a-amylase inhibition of amylose and maltopentaose hydrolysis by kidney bean (Phaseolus vulgaris) inhibitor and comparison with that by acarbose. Eur J Biochem 265, 20 –26.
47. Lee SC & Whitaker JR (2000) The molecular weight of a-amylase inhibitior from white bean cv 858B (Phaseolus vulgaris L.) is 56 kDa, not 20 kDa. J Food Biochem 24, 55– 67.
48. Le Berre-Anton V, Bompard-Gilles C, Payan F & Rouge P (1997) Characterization and functional properties of the a-amylase inhibitor (a-AI) from kidney bean (Phaseolus vulgaris) seeds. Biochim Biophys Acta 1343, 31 –40.
49. Lajolo FM & Finardi Filho F (1985) Partial characterization of the amylase inhibitor of black beans (Phaseolus vulgaris), variety Rico 23. J Agric Food Chem 33, 132 – 138.
50. Kotaru M, Yoshikawa H, Ikeuchi T, Saito K, Iwami K & Ibuki F (1987) An a-amylase inhibitor from cranberry bean (Phaseolus vulgaris): its specificity in inhibition of mammalian pancreatic a-amylases and formation of a complex with the porcine enzyme. J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo) 33, 359 –367.
51. Powers JR & Whitaker JR (1977) Effect of several experimental parameters on combination of red kidney bean (Phaseolus vulgaris) a-amylase inhibitor with porcine pancreatic a-amylase. J Food Biochem 1, 239 – 260.
52. Valencia A, Bustillo AE, Ossa GE & Chrispeels MJ (2000) a-Amylases of the coffee berry borer (Hypothenemus hampei) and their inhibition by two plant amylase inhibitors. Insect Biochem Mol Biol 30, 207 – 213.
53. Collins CL, Eason PJ, Dunshea FR, Higgins TJV & King RH (2006) Starch but not protein digestibility is altered in pigs fed transgenic peas containing a-amylase inhibitor. J Sci Food Agric 86, 1894 –1899.
54. Payan F (2004) Structural basis for the inhibition of mammalian and insect a-amylases by plant protein inhibitors. Biochim Biophys Acta 1696, 171 – 180.
55. Nahoum V, Roux G, Anton V, Rouge´ P, Puigserver A, Bischoff H, Henrissat B & Payan F (2000) Crystal structures of human pancreatic a-amylase in complex with carbohydrate and proteinaceous inhibitors. Biochem J 346, 201 –208.
56. Maurus R, Begum A, Kuo HH, Racaza A, Numao S, Andersen C, Tams JW, Vind J, Overall CM & Withers SG (2005) Structural and mechanistic studies of chloride induced activation of human pancreatic a-amylase. Protein Sci 14, 743 –755.
57. Ho MF & Whitaker JR (1993) Subunit structures and essential amino acid residues of white kidney bean (Phaseolus vulgaris) a-amylase inhibitors. J Food Biochem 17, 35 –52.
58. Mirkov TE, Evans SV, Wahlstrom J, Gomez L, Young NM & Chrispeels MJ (1995) Location of the active site of the bean a-amylase inhibitor and involvement of a Trp, Arg, Tyr triad. Glycobiology 5, 45– 50.
59. Takahashi T, Hiramoto S, Wato S, Nishimoto T, Wada Y, Nagai K & Yamaguchi H (1999) Identification of essential amino acid residues of an a-amylase inhibitor from Phaseolus vulgaris white kidney beans. J Biochem 126, 838 – 844. 10 W. C. Obiro et al. British Journal of Nutrition
60. Da Silva MCM, De Sa´ MFG, Chrispeels MJ, Togawa RC & Neshich G (2000) Analysis of structural and physico-chemical parameters involved in the specificity of binding between a-amylases and their inhibitors. Protein Eng Des Sel 13, 167 – 177.
61. Qian M (1997) Structure of a pancreatic a-amylase bound to a substrate analogue at 2·03 A resolution. Protein Sci 6, 2285 – 2296.
62. Wilcox ER & Whitaker JR (1984) Some aspects of the mechanism of complexation of red kidney bean a-amylase inhibitor and a-amylase. Biochemistry 23, 1783– 1791.
63. Brugge WR & Rosenfeld MS (1987) Impairment of starch absorption by a potent amylase inhibitor. Am J Gastroenterol 82, 718 – 722.
64. Boivin M, Zinsmeister AR, Go VL & DiMagno EP (1987) Effect of a purified amylase inhibitor on carbohydrate metabolism after a mixed meal in healthy humans. Mayo Clin Proc 62, 249 –255.
65. Jain NK, Boivin M, Zinsmeister AR, Brown ML, Malagelada JR & DiMagno EP (1989) Effect of ileal perfusion of carbohydrates and amylase inhibitor on gastrointestinal hormones and emptying. Gastroenterology 96, 377 – 387.
66. Jain NK, Boivin M, Zinsmeister AR & DiMagno EP (1991) The ileum and carbohydrate-mediated feedback regulation of postprandial pancreaticobiliary secretion in normal humans. Pancreas 6, 495 –505.
67. Hollenbeck CB (1983) Effects of a commercial starch blocker preparation on carbohydrate digestion and absorption: in vivo and in vitro studies. Am J Clin Nutr 38, 498 – 503.
68. Carlson GL, Li BU, Bass P & Olsen WA (1983) A bean a-amylase inhibitor formulation (starch blocker) is ineffective in man. Science 219, 393.
69. Bo-Linn GW, Santa Ana CA, Morawski SG & Fordtran JS (1982) Starch blockers – their effect on calorie absorption from a high-starch meal. N Engl J Med 307, 1413– 1416.
70. Liener IE & Tarcza JC (1984) Starch blockers: a potential source of trypsin inhibitors and lectins. Am J Clin Nutr 39, 196 – 200.
71. Kilpatrick DC, Green C & Yap PL (1983) Lectin content of slimming pills. BMJ (Clin Res Ed) 286, 305.
72. Menezes EW & Lajolo FM (1987) Inhibition of starch digestion by a black bean a-amylase inhibitor, in normal and diabetic rats. Nutr Rep Int 36, 1185– 1195.
73. Kotaru M, Iwami K, Yeh HY & Ibuki F (1989) In vivo action of a-amylase inhibitor from cranberry bean (Phaseolus vulgaris) in rat small intestine. J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo) 35, 579 – 588.
74. Yoshikawa H, Kotaru M, Tanaka C, Ikeuchi T & Kawabata M (1999) Characterization of kintoki bean (Phaseolus vulgaris) a-amylase inhibitor: inhibitory activities against human salivary and porcine pancreatic a-amylases and activity changes by proteolytic digestion. J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo) 45, 797 – 802.
75. Kotaru M, Iwami K, Yeh HYU & Ibuki F (1991) Resistance of cranberry bean (Phaseolus vulgaris) a-amylase inhibitor to intraluminal digestion and its movement along rat gastrointestine: further investigation using a radioactive probe and specific antiserum. Food Chem 42, 29– 37.
76. Yanovski JA & Yanovski SZ (1998) Treatment of pediatric and adolescent obesity. Pediatrics 101, 554 – 570.
77. Harikumar KB, Jesil AM, Sabu MC & Kuttan R (2005) A preliminary assessment of the acute and subchronic toxicity profile of Phase 2: an a-amylase inhibitor. Int J Toxicol 24, 95 –102.
78. Itoh T, Kita N, Kurokawa Y, Kobayashi M, Horio F & Furuichi Y (2004) Suppressive effect of a hot water extract of Adzuki beans (Vigna angularis) on hyperglycemia after sucrose loading in mice and diabetic rats. Biosci Biotechnol Biochem 68, 2421 – 2426.
79. Pusztai A, Grant G, Buchan WC, Bardocz S, De Carvalho AF & Ewen SW (1998) Lipid accumulation in obese Zucker rats is reduced by inclusion of raw kidney bean (Phaseolus vulgaris) in the diet. Br J Nutr 79, 213 –221.
80. Hangen L & Bennink MR (2002) Consumption of black beans and navy beans (Phaseolus vulgaris) reduced azoxymethaneinduced colon cancer in rats. Nutr Cancer 44, 60– 65.
81. Tormo MA, Gil-Exojo I, De Tejada RA & Campillo JE (2006) White bean amylase inhibitor administered orally reduces glycaemia in type 2 diabetic rats. Br J Nutr 96, 539 – 544.
82. Tormo MA, Gil-Exojo I, De Tejada RA & Campillo JE (2004) Hypoglycaemic and anorexigenic activities of an a-amylase inhibitor from white kidney beans (Phaseolus vulgaris) in Wistar rats. Br J Nutr 92, 785 –790.
83. Maranesi M, Carenini G & Gentili P (1984) Nutritional studies on anti-a-amylase. I. Influence on the growth rate, blood picture and biochemistry and histological parameters in rats. Acta Vitaminol Enzymol 6, 259 –269.
84. Chokshi D (2007) Subchronic oral toxicity of a standardized white kidney bean (Phaseolus vulgaris) extract in rats. Food Chem Toxicol 45, 32 –40.
85. Meiss DE & Ballerini R (2003) Effectiveness of Phase 2e, a natural a-amylase inhibitor, for weight loss: a randomized double-blind, placebo-controlled study Presented at Scripps Clinic Natural Supplements in Evidence-Based Practice Conference, 18 January 2003. La Jolla, CA: Scripps Clinic
86. Udani J, Hardy M & Madsen DC (2004) Blocking carbohydrate absorption and weight loss: a clinical trial using Phase 2 brand proprietary fractionated white bean extract. Altern Med Rev 9, 63 –69.
87. Diaz BE, Aguirre PC & Gotteland RM (2004) Effect of an amylase inhibitor on body weight reduction in obese women. Rev Chil Nutr 31, 306 – 317.
88. Pusztai A, Grant G, Duguid T, Brown DS, Peumans WJ, Van Damme EJ & Bardocz S (1995) Inhibition of starch digestion by a-amylase inhibitor reduces the efficiency of utilization of dietary proteins and lipids and retards the growth of rats. J Nutr 125, 1554 – 1562.
89. Udani K (2005) Product development of baked goods with a proprietary fractionated white bean extract. Agro Food Industry Hi Tech 16, 20 –22.
90. Udani K (2006) Development of baked goods with a new proprietary fractionated white bean extract (FWBE) to reduce carbohydrate absorption Prepared Foods 2006 R & D Applications Seminar, Itasca, IL. http://www.preparedfoods.- com/CDA/HTML/eLearning/ Presentations06/BNP_GUID_9- 5- 2006_A_10000000000000026129 (accessed 25 October 2007).
91. Marzo F, Alonso R, Urdaneta E, Arricibita FJ & Ibanez F (2002) Nutritional quality of extruded kidney bean (Phaseolus vulgaris L. var. Pinto) and its effects on growth and skeletal muscle nitrogen fractions in rats. J Anim Sci 80, 875 – 879.
92. Higuchi M, Suga M & Iwai K (1983) Participation of lectin in biological effects of raw winged bean seeds on rats. Agric Biol Chem 47, 1879 – 1886.
93. Pusztai A, Oliveira JTA, Bardocz S, Grant G & Wallace HM (1988) Dietary kidney bean lectin-induced hyperplasia and increased polyamine content of the small intestine. In Lectins, Biology, Biochemistry and Clinical Biochemistry, Vol. 6, 117 – 120 [TC Bog-Hansen and DLJ Freed, editors].Lectins, Biology, Biochemistry and Clinical Biochemistry St Louis, MO: Sigma Chemical Company.
94. Cavalle´ de Moya C, Grant G, Fru¨hbeck G, Urdaneta E, Garcia´ M, Marzo F & Santidria´n S (2003) Local (gut) and systemic metabolism of rats is altered by consumption of raw bean (Phaseolus vulgaris L. var. athropurpurea). Br J Nutr 89, 311 –318. Phaseolus vulgaris a-amylase inhibitor 11 British Journal of Nutrition
95. Salgado P, Montagne L, Freire JPB, Ferreira RB, Teixeira A, Bento O, Abreu MC, Toullec R & Lalles JP (2002) Legume grains enhance ileal losses of specific endogenous serine-protease proteins in weaned pigs. J Nutr 132, 1913 – 1920.
96. Carmalt J, Rosel K, Burns T & Janzen E (2003) Suspected white kidney bean (Phaseolus vulgaris) toxicity in horses and cattle. Aust Vet J 81, 674 – 676.
97. United States Food and Drug Administration Center for Food Safety and Applied Nutrition (2001) Food borne pathogenic microorganisms and natural toxins handbook http://vm.cfsan. fda.gov/,mow/intro.html (accessed April 2007).
98. Sockett PN, Cowden JM, Le Baigue S, Ross D, Adak GK & Evans H (1993) Foodborne disease surveillance in England and Wales: 1989 – 1991. Commun Dis Rep CDR Rev 3, R159 –R173.
99. Grant G, More LJ, McKenzie NH, Stewart JC & Pusztai A (1983) A survey of the nutritional and haemagglutination properties of legume seeds generally available in the UK. Br J Nutr 50, 207 – 214.
100. Lioi L, Sparvoli F & Bollini R (1999) Variation and genomic polymorphism of lectin-related proteins in Lima bean (Phaseolus lunatus L.) seeds. Genet Resour Crop Evol 46, 175 –182.
101. Burbano C, Muzquiz M, Ayet G, Cuadrado C & Pedrosa MM (1999) Evaluation of antinutritional factors of selected varieties of Phaseolus vulgaris. J Sci Food Agric 79, 1468 – 1472.
102. Sgarbieri VC (1989) Nutritional values of cereal products, beans and starches. World Rev Nutr Diet 60, 132 –198.
103. Topping DL, Fukushima M & Bird AR (2007) Resistant starch as a prebiotic and symbiotic: state of the art. Proc Nutr Soc 62, 171 – 176.
104. Sajilata MG, Singhal RS & Kulkarni PR (2006) Resistant starch – a review. CRFSFS 5, 1 –17.
105. Haralampu SG (2000) Resistant starch – a review of the physical properties and biological impact of RS3. Carbohydr Polymer 41, 285 –292.
106. Nugent AP (2005) Health properties of resistant starch. Nutr Bull 30, 27 –54.
107. Topping DL & Clifton PM (2001) Short-chain fatty acids and human colonic function: roles of resistant starch and nonstarch polysaccharides. Physiol Rev 81, 1031 – 1064.
108. Le Leu RK, Brown IL, Hu Y & Young GP (2003) Effect of resistant starch on genotoxin-induced apoptosis, colonic epithelium, and lumenal contents in rats. Carcinogenesis 24, 1347–1352.
109. Le Leu RK, Brown IL, Hu Y, Bird AR, Jackson M, Esterman A & Young GP (2005) A synbiotic combination of resistant starch and Bifidobacterium lactis facilitates apoptotic deletion of carcinogen-damaged cells in rat colon. J Nutr 135, 996 –1001.
110. Macfarlane S & Macfarlane GT (2007) Regulation of shortchain fatty acid production. Proc Nutr Soc 62, 67 –72.
111. Wolin MJ, Miller TL, Yerry S, Zhang Y, Bank S & Weaver GA (1999) Changes of fermentation pathways of fecal microbial communities associated with a drug treatment that increases dietary starch in the human colon. Appl Environ Microbiol 65, 2807–2812.
112. Wolever TM & Chiasson JL (2000) Acarbose raises serum butyrate in human subjects with impaired glucose tolerance. Br J Nutr 84, 57– 61.
113. Weaver GA, Tangel CT, Krause JA, Parfitt MM, Jenkins PL, Rader JM, Lewis BA, Miller TL & Wolin MJ (1997) Acarbose enhances human colonic butyrate production. J Nutr 127, 717 –723.
114. Holt PR, Atillasoy E, Lindenbaum J, Ho SB, Lupton JR, McMahon D & Moss SF (1996) Effects of acarbose on fecal nutrients, colonic pH, and short-chain fatty acids and rectal proliferative indices. Metabolism 45, 1179 – 1187.